Índice glucémico. Metabolismo y control de la glucemia.

Índice glucémico. Metabolismo y control de la glucemia.

Feb 23, 2022 | Unidad Temática III

Objetivos de aprendizaje

Describe los procesos involucrados en la regulación de la glucemia y ejemplifica a través de la medición de dicha variable por vía capilar.

Resultado de aprendizaje

El alumno integra los procesos implicados en el metabolismo de la glucosa y su regulación por el sistema endocrino para mantener la glucemia en rangos normales.

 

Glosario de términos

 

Glucosa: Monosacárido de la familia de las aldohexosas y principal azúcar del que se derivan la mayoría de los glúcidos.

Glucemia: La glucemia es la concentración o cantidad de glucosa en la sangre.

GLUT: Son una familia de proteínas que ayudan al transporte de la glucosa a través de las membranas a los diferentes tejidos.

SGLT: Son una familia de transportadores de glucosa que se encuentran en la mucosa del intestino delgado (SGLT1) y en las células del túbulo proximal de las nefronas en el riñón (SGLT1 y SGLT2).

Incretina: Las incretinas son hormonas intestinales liberadas al torrente circulatorio en respuesta a la ingestión de nutrientes.

Hormonas contra insulínicas: grupo de hormonas que tienen un efecto contrario a la insulina: se encargan de la degradación del glucógeno solo con fines energéticos musculares

Insulina: Hormona elaborada por las células de los islotes del páncreas. Controla la cantidad de azúcar en la sangre al almacenarla en las células, donde el cuerpo la puede usar como fuente de energía.

Introducción

Mantener niveles adecuados de glucosa en sangre (75-100 mg/dl) es fundamental para mantener una buena homeostasis del organismo. Los niveles bajos de glucosa pueden producir alteraciones cognitivas, pérdida de la conciencia, convulsiones e, incluso, la muerte. Niveles crónicamente elevados de glucosa pueden producir daño en múltiples sistemas, siendo los principales: cardiovascular, renal, nervioso e inmunológico, entre otros.

El consumo de alimentos es necesario para mantener una fuente de glucosa. Tras consumir un alimento, los niveles de glucosa en sangre se elevarán y requerimos sistemas de control para detectar dichos cambios, y realizar los ajustes necesarios para mantener la glucemia dentro de niveles normales. La glucemia postprandial depende de diversos factores incluyendo el tipo de comida, los mecanismos de absorción y variaciones propias de cada individuo. En un intento de predecir el efecto de diferentes alimentos sobre el cambio en la glucemia postprandial, Jenkins y Wolever propusieron usar el índice glucémico (IG), que cuantifica la respuesta glucémica ante un alimento (consumido en una cantidad fija y sin combinar) que contiene la misma cantidad de carbohidratos que un alimento de referencia (50g de glucosa). Este índice refleja que tan rápido se digieren y absorben los carbohidratos. La glucosa tiene el máximo índice glucémico y se le asigna un valor de 100. La curva de cambios en la glucemia producida por otros alimentos es comparada con la producida por 50g de glucosa para obtener su índice glucémico (Figura 1). Existen alimentos con alto, mediano o bajo índice glucémico.

Figura 1. Cambios en la glucemia postprandial tras el consumo de glucosa, pan blanco y pan integral. Utilizando la glucosa como patrón, el área bajo la curva glucémica se establece en un valor arbitrario de 100 unidades. Al comparar las áreas de las curvas asociadas a otros alimentos con esa área, se obtienen los índices glucémicos de dichos alimentos.

Dado que normalmente no se consumen los alimentos en cantidades fijas y sin combinar se propuso usar un parámetro llamado carga glucémica (CG). Para calcular la carga glucémica se considera la siguiente fórmula:

CG = índice glucémico (contenido total de carbohidratos (g) – contenido de fibra (g))/100

Por ejemplo, una ración de un plátano tiene un índice glucémico de 50 aproximadamente y contiene aproximadamente 24 g de carbohidratos, de los cuales 3 g son fibra. Por lo tanto, la carga glucémica de un plátano es: CG = 50 (24-3) / 100 = 10.5.

Conocer el índice glucémico o la carga glucémica de los alimentos puede ser importante en el manejo de enfermedades como la diabetes, donde se prefieren alimentos que no produzcan cambios tan drásticos en los niveles plasmáticos de glucosa. Además, estos valores se relacionan íntimamente con la glucemia y con la insulinemia postprandial.

Además de que la glucemia postprandial difiere de acuerdo con los alimentos que consumimos, existe una gran cantidad de hormonas que mantienen la homeostasis de la glucosa en sangre. Una de estas es la insulina, una proteína sintetizada por las células beta pancreáticas, que se secreta después de consumir una comida rica en hidratos de carbono y permite una rápida captación, almacenamiento y aprovechamiento de la glucosa por casi todos los tejidos, principalmente músculo, tejido adiposo e hígado. Cuando falta insulina, los procesos relacionados con la degradación de los lípidos y su uso con fines energéticos se estimulan. Dentro de las principales hormonas contrarreguladoras de la insulina se encuentran el glucagón (secretado por las células alfa del islote pancreático), el cortisol (secretado por la corteza suprarrenal) y la adrenalina (sintetizada en la médula suprarrenal), las cuales aumentan los niveles de glucosa en sangre y activan la utilización de las reservas energéticas en el organismo, generando disminución en los efectos de la insulina a nivel periférico. La Figura 2 muestra la participación de insulina y glucagón en la regulación de la glucemia.

Figura 2. Regulación de la glucemia por las hormonas de los islotes pancreáticos: insulina y glucagón.

2. Actividades en clase

Para las actividades de esta clase se puede medir la glucemia capilar en alumnos voluntarios completamente sanos y darles una carga oral de glucosa y/o desarrollar las actividades que vienen en esta práctica en el apartado 2.2.

2. 1. Glucemia ante sobrecarga oral

2.1.1 Sujetos, materiales y consideraciones especiales

Sujetos

Sepárense en 3 o 4 equipos de acuerdo con el número de personas y seleccionen a un compañero para realizarle la medición de la glucemia.

 

Materiales y equipos por utilizar:

  • Glucómetro
  • Tiras reactivas
  • Lancetas
  • Alcohol
  • Torundas
  • Jugo o alimento para cada alumno al que se le vaya a realizar el estudio.

 

Se deben de terne en cuenta algunas consideraciones para realizar las mediciones:

  • Ayuno de 4-6 horas
  • Alumno sano

 

2.1.2 Metodología

 

A) Cada docente realizará con los alumnos una curva de tolerancia a la glucosa, tomando en cuenta la carga de este carbohidrato (considerar de cada bebida o alimento el contenido de fructosa, lactosa, y otros carbohidratos distintos a la glucosa y el contenido de fibra).

B) Se le tomará a cada alumno se le tomará una medición de glucosa basal y cada 30 minutos hasta completar 2 horas.

 

Llenar con dichos datos la siguiente tabla

 

Alumno Alimento/bebida Cantidad de glucosa Basal 15 min 30 min 45 min 60 min
               
               

 

C) Graficar los datos

D) Realizar una discusión de los resultados obtenidos y las diferencias entre los sujetos

 

2.2 Respuesta glucémica ante un alimento

 

En un estudio para investigar el efecto sobre la glucemia que tenían diferentes alimentos, se seleccionaron voluntarios, se dividieron en 3 grupos a quienes se les pidió ayunar por un periodo de 10 horas y, una vez transcurrido el ayuno, se les dieron diferentes alimentos.

 

Grupo 1: 250 ml de bebida energética y dos pop-tarts de Kellogs.

Grupo 2: Bagel con 2 cucharadas de crema de cacahuate, y un plátano.

Grupo 3: 200 gramos de jamón y 120 gramos de queso Oaxaca.

A continuación, se dan las características nutricionales de cada tratamiento. Nótese que las calorías totales son muy parecidas.

 

Descripción Kcal Carbohidratos(g) Grasa(g) Proteína(g) Fibra(g)
Bebida energética 250ml 115 26 0 1 0
2 Pop Tarts de Kellogs 406 76 10 4 1
Total 521 102 10 5 1
Bagel mediano 280 56 2 11 2
Plátano 105 27 0 1 3
2cucharadas mantequilla de maní 180 6 16 8 2
Total 565 89 18 20 7
200grjamón 240 8 8 36 0
120gr queso oaxaca 280 4 20 36 0
Total 520 12 28 72 0

 

En la siguiente página se proporcionan las determinaciones de la glucemia para cada grupo, tanto en ayuno y a diferentes tiempos tras la ingesta de los alimentos.

Registro de glucemia a diferentes tiempos postprandiales

 

GRUPO 1
S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8
Ayuno 79 103 107 101 109 72 95 77
30 min 129 93 92 87 77 152 166 135
60 min 108 158 141 128 154 175 135 118
2 hrs 105 143 116 105 146 145 109 114

 

GRUPO 2
S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8
Ayuno 86 79 77 76 77 83 89 71
30 min 86 159 100 88 124 115 105 87
60 min 123 147 98 92 103 121 122 100
2 hrs 112 91 89 101 86 115 120 114

 

GRUPO 3
S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8
Ayuno 80 79 84 85 92 99 79 78
30 min 89 84 80 83 102 76 88 87
60 min 77 89 81 99 95 91 94 83
2 hrs 80 91 82 94 79 86 85 78

 

Procedimiento:

1. Identifica si existen alteraciones que sugieran un trastorno del metabolismo de los carbohidratos en alguno de los participantes. Se deberán considerar las pendientes de ascenso y descenso de la glucemia.

2. Calcula el promedio y la desviación estándar para cada tiempo dentro de cada grupo. Se recomienda restar la glucemia basal a cada valor de glucemia para expresar la magnitud de cambio en cada caso.

3. Evalúa por medio de una t de Student si hay diferencias significativas entre: a) diferentes puntos de tiempo de un mismo tratamiento, o b) entre diferentes tratamientos al mismo tiempo.

4. Grafica los resultados.

5. Identifica en las gráficas cuál de los grupos recibió alimentos con carga glucémica alta, baja y media.

Resultados

Realiza un reporte de práctica de la actividad realizada. Discute los resultados en el contexto del papel de los sistemas endocrino, gastrointestinal y nervioso en la regulación de la homeostasis de la glucemia.

Referencias

  • Guyton, A. C. y Hall, J. E. Tratado de Fisiología Médica. 13a Ed. Barcelona, España. Editorial Elsevier Saunders, 2016.
  • Ganong WF. Fisiología Médica. Mc Graw Hill – Lange, 25ª Edición 2016.
  • Boron W. y Boulpaep, E. Medical Physiology, 3a Ed., Philadelphia, Editorial Elsevier Saunders, 2017.
  • Mari K. Hopper and Luke W. Maurer, Adv Physiol Educ 37: 254–263, 2013 Jenkins DJ, et al. Am J Clin Nutr., 1981.

 

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Regulación del peso corporal

Regulación del peso corporal

Feb 15, 2022 | Unidad Temática III

Objetivos de aprendizaje

Muestra al alumno las medidas antropométricas utilizadas en la práctica médica para evaluar el estado corporal y discute con el alumno los mecanismos fisiológicos involucrados en el peso y la composición corporal.

Resultado de aprendizaje

El alumno integra los mecanismos fisiológicos involucrados en el control del peso y la composición corporal.

Glosario de términos

IMC: El índice de masa corporal es la relación entre la masa corporal de una persona y su estatura. Según los valores propuestos por la Organización Mundial de la Salud (OMS), el IMC es uno de los principales recursos para evaluar el estado nutricional.

Índice cintura-cadera: es la relación que resulta de dividir el perímetro de la cintura de una persona por el perímetro de su cadera, ambos valores en centímetros (cm).

Masa: Magnitud física que expresa la cantidad de materia de un cuerpo, medida por la inercia de este, y cuya unidad en el sistema internacional es el kilogramo (kg).

Obesidad: Acumulación anormal o excesiva de grasa que puede ser perjudicial para la salud. Un índice de masa corporal (IMC)  superior a 30 se considera obesidad.

Peso: Fuerza con la que la Tierra atrae a un cuerpo.

Sobrepeso:  Es un estado premórbido de la obesidad y al igual que ésta se caracteriza por un aumento del peso corporal y se acompaña a una acumulación de grasa en el cuerpo. Un índice de masa corporal (IMC) superior a 25 se considera sobrepeso.

 

Introducción

Etimológicamente, la palabra antropometría es de origen griego “ánthropos” que significa “hombre” y “métron” que expresa “medida” y el sufijo “-ia” que se refiere a “cualidad”. Se refiere al estudio de las medidas y proporciones del cuerpo humano. En términos más precisos la antropometría se ocupa de la medición de las dimensiones físicas y de la composición del cuerpo humano. Estas medidas varían entre hombres y mujeres, a través del desarrollo normal del individuo, ante diferentes estados nutricionales o en estados patológicos. Es por esto por lo que el conocer determinados índices antropométricos nos aporta información valiosa sobre el desarrollo normal o patológico de los individuos. En las mediciones antropométricas se miden: los puntos anatómicos, pliegues cutáneos, perímetros corporales, diámetros, longitudes, alturas, peso, talla, y se calculan diferentes índices tales como el índice de masa corporal (IMC), la índice cadera cintura, etc. Para poder realizar comparaciones con otras poblaciones de estudio similares (a nivel local, nacional e internacional) debe seguirse un protocolo estandarizado.

Para determinar la composición corporal (el porcentaje de grasa y de masa magra) existen diversos métodos, incluyendo el pesaje hidrostático (estándar de oro basado en el principio de Arquímedes) o novedosos métodos para calcular la composición a partir de imágenes por resonancia magnética o tomografía computarizada. Sin embargo, aún es mucho más accesible, económico y menos invasivo el cálculo de la composición corporal por medio de mediciones obtenidas a través de antropometría, tomando en cuenta la medición de algunos pliegues cutáneos o bien por métodos de bioimpedancia eléctrica (método de estimación de la composición corporal que se basa en la relación que existe entre las propiedades de conducción eléctrica del cuerpo humano, la composición de los diferentes tejidos y la cantidad de agua total en el cuerpo). En el área de ciencias de la salud determinar si estas mediciones están en un rango normal o si salen de lo normal puede ayudarnos a evaluar durante la infancia y adolescencia el adecuado desarrollo y en la edad adulta nos guía en el diagnóstico de diferentes alteraciones nutricionales o condiciones patológicas, o bien puede servir como un parámetro que nos indique si las intervenciones terapéuticas están siendo efectivas.

2.  Actividad en clase

2.1.          Sujetos, materiales y consideraciones especiales

Sujetos: Sepárense en 3 o 4 equipos de acuerdo con el número de personas y seleccionen a un compañero para realizarle las medidas antropométricas y clasificarlas de acuerdo a si se encuentran dentro de parámetros normales o no.

 

Materiales: El lugar donde se realicen las mediciones debe ser amplio y bien iluminado, es importante evitar que los instrumentos estén colocados sobre superficies desniveladas. También debe recordarse que se debe revisar el equipo antes de cualquier medición para verificar que esté bien calibrado.

 

Equipos por utilizar:

  • Báscula
  • Cinta métrica
  • Plicómetros

 

Se deben de terne en cuenta algunas consideraciones para realizar las mediciones:

  • Ayuno de 8 horas
  • Vestir con ropa ligera
  • No tener edema

2.2 Métodos para realizar mediciones antropométricas

2.2.1 Medición del peso corporal

Es una medida de la masa corporal expresada en kilogramos. Se requiere que la báscula se coloque sobre una superficie horizontal y firme. La medición se realiza con la menor cantidad de ropa posible y sin zapatos. Se pide al sujeto que suba a la báscula colocando los pies paralelos en el centro, de frente al examinador. Debe estar erguido, con la vista hacia el frente, sin moverse y con los brazos que caigan naturalmente a los lados. Si se emplea báscula de piso, se toma la lectura cuando el indicador de la báscula se encuentra completamente fijo (Figura 1ª). Si se usa báscula de plataforma (Figura 1B), cuando la aguja central se encuentre en medio de los dos márgenes y sin moverse, proceda a tomar la lectura.

Figura 1. Medición del peso corporal por medio de una báscula de piso (A) o de plataforma (B).

2.2.2 Medición de la estatura (talla)

Es la altura que tiene un individuo en posición vertical desde el punto más alto de la cabeza hasta los talones en posición de “firmes”, se mide en centímetros (cm). Se puede utilizar un estadímetro o una cinta métrica.

Condiciones para la medición:

  • Realizar la medición sin calzado, gorras, adornos y cabello suelto.
  • Talones juntos, puntas de los pies ligeramente separadas.
  • El sujeto debe estar ubicado con la espalda a la pared y la mirada al frente.
  • La posición del sujeto debe ser de forma que una línea imaginaria trazada entre el orificio del oído y la base de la órbita (plano de Frankfort) sea paralela a el estadímetro o cinta métrica y perpendicular al eje mayor del cuerpo.
  • Baje el estadímetro o con ayuda de una escuadra y tome cuidadosamente la lectura en centímetros.

2.2.2.1 Mediciones alternativas para obtener talla

 En condiciones ideales debe preferirse la medición de talla con el procedimiento antes descrito, es decir, en personas que mantengan su columna vertebral y extremidades inferiores razonablemente sanas. Sin embargo, la obtención de la talla suele dificultarse por ser una de las medidas que más se altera como resultado de cambios en la estructura del aparato locomotor, a consecuencia de la compresión del conjunto de discos intervertebrales, la osteoporosis y la curvatura de las extremidades inferiores, que influyen en la reducción de la talla. Los decrementos que se citan van de 1 a 2 cm por cada década a partir de los cincuenta años, por lo que tendremos que hacer uso de procedimientos alternativos para una medición más precisa. Uno de estos métodos de medición alternativa es: la talla derivada de la altura de la rodilla. Para esta, se mide la distancia entre el talón y la parte más alta de la articulación de la rodilla, por la parte lateral externa, con la pierna flexionada en el individuo sentado y formando un ángulo de 90° entre el muslo y la pantorrilla (figura 2).

Figura 2. Medición de altura de rodilla

Hecho esto se aplica la siguiente fórmula:

  • Hombre: 64.19 – (0.04 X edad) + (2.02 X altura de la rodilla).
  • Mujer: 84.88 – (0.24 X edad) + (1.83 X altura de la rodilla).

El resultado se interpreta como la altura de la persona si no tuviera alteración estructural o funcional.

2.2.3 Medición de circunferencias

Más de diecisiete sitios para la medición de circunferencias se han usado para calcular la adiposidad corporal. Las circunferencias medidas en el brazo, cintura y cadera se usan más frecuentemente, debido a que son muy accesibles y evalúan diferentes regiones corporales, además, la diferencia entre observadores es menor y pueden ser medidas independientemente de la cantidad de grasa del sujeto. La reproducibilidad en las mediciones puede aumentar si se toma cuidado en posicionar adecuadamente al sujeto y si se usan puntos de referencia anatómicos, se pone la cinta métrica en contacto directo con la piel, y se evita hacer compresión con la cinta métrica.

Técnica para la medición de circunferencias:

  1. Colocar la cinta de manera perpendicular al eje mayor de la región a medir.
  2. No hacer surcos o presión sobre la piel.
  3. Medir en milímetros.

Circunferencias para medir

Medida de cintura y cadera. Se seleccionaron estas circunferencias dado que son muy accesibles y permiten el cálculo de índices muy usados en la práctica clínica.

  1. Medición de la cintura: Se palpa el borde costal inferior y el borde superior de la cresta ilíaca, y en el punto medio entre ambas se realiza la medición.
  2. Medición de la cadera: Se realiza sobre los trocánteres mayores del fémur.

En la siguiente sección se describen los métodos para el cálculo del IMC, el índice cadera-cintura, y el porcentaje de grasa corporal.

Cálculo de índices y estimaciones de composición corporal

En la siguiente sección se describen los métodos para el cálculo del IMC, el índice cadera-cintura, y el porcentaje de grasa corporal.

2.2.4 Índice de masa corporal (índice de Quetelet).

Es la relación que existe entre el peso y la talla. Sirve para identificar: Bajo Peso, Peso Normal, Sobrepeso y Obesidad Se determina de acuerdo con los criterios de la OMS a partir de la siguiente fórmula:

 

𝐼𝑀𝐶 = 𝑃𝑒𝑠𝑜 (𝐾𝑔) / 𝑇𝑎𝑙𝑙𝑎 (m2)

 

De acuerdo con el resultado obtenido se clasifica el valor en:

 

Clasificación IMC
Peso bajo Menor a 18.5
Rango normal 18.5-24.9
Pre obeso 25-29.9
Obeso grado 1 30-34.9
Obeso grado 2 35-39.9
Obeso grado 3 Igual o mayor a 40

 

2.2.5 Índice cintura-cadera

La Organización Mundial de la Salud (OMS) afirma que la obesidad abdominal se define como una relación cintura-cadera superior a 0,90 para los hombres y superior a 0,85 para las mujeres.

El Instituto Nacional de Diabetes y Enfermedades Digestivas y Renales (NIDDK) señala que las mujeres con una relación cintura-cadera de más de 0.8, y los hombres con más de 1.0, tienen un mayor riesgo de salud debido a su distribución de grasa. Algunos estudios han mostrado que, si se usa este índice en vez de el IMC, la prevalencia de obesidad aumenta significativamente.

   2.2.6 Índice cintura-estatura

Se define como la circunferencia de la cintura dividida entre la altura. Es un indicador de la distribución del tejido adiposo. Entre mayor sea este índice, mayor es el riesgo de padecer síndrome metabólico y enfermedad cardiovascular ateroesclerótica relacionada con la obesidad. Los índices deseables son inferiores a 0.5 en adultos de hasta 40 años, entre 0.5 y 0.5 en adultos de entre 40 y 50 años, y 0.6 o menos en adultos de más de 50 años. Estos valores son iguales tanto en hombres como en mujeres y diversos grupos étnicos.

Mujeres Hombres Interpretación
< 0.35 < 0.35 Peso bajo
0.35-0.42 0.35-0.43 Delgado
0.42-0.49 0.43-0.53 Sano
0.49-0.54 0.53-0.58 Sobrepeso
0.54-0.58 0.58-0.63 Obeso
>0.58 >0.63 Muy obeso

 

Nota para el docente:

Debido a que la práctica fue adaptada para realizarse en casa se sugiere que el profesor explique el procedimiento para las mediciones corporales, posteriormente los alumnos realizarán estos procedimientos con ayuda de algún familiar en casa.

Una vez obtenidos los datos, se deben registrar los valores individuales de las mediciones antes descritas y reunir los resultados grupales.

Realizar la estadística del grupo, analizar los resultados y discutir los mecanismos fisiológicos que contribuyen al control y mantenimiento del peso corporal.

Referencias

  • Fisiología Medica. Boron / Boulpaep Editorial: Elsevier Tercera Edición 2017
  • MANUAL DEL PROCEDIMIENTOS. Toma de medidas clínicas y antropométricas en el adulto. Subsecretaria de prevención y protección de la salud. 2002
  • MANUAL DE ANTROPOMETRIA. Instituto Nacional de Ciencias Médicas y Nutrición Salvador Zubirán. Departamento de nutrición aplicada y educación nutricional. Segunda edición, 2004
  • Anthropometry in Body Composition: An Overview. Annals of the New York Academy of Sciences, (2000) vol. 904: 317–326.
  • La bioimpedancia eléctrica como método de estimación de la composición corporal: normas prácticas de utilización. Rev Andal Med Deporte. 2011.

 

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Efecto de hormonas tiroideas y hormonas esteroideas

Efecto de hormonas tiroideas y hormonas esteroideas

Feb 4, 2022 | Unidad Temática III

Objetivo de aprendizaje

  • Muestra al alumno la exploración de tiroides y su valoración ultrasonográfica.
  • Describe la fisiología de la glándula tiroides y suprarrenal.

Resultados de aprendizaje

  • Integra los mecanismos de regulación del eje hipotálamo-hipófisis-tiroides e hipotálamo-hipófisis-suprarrenal.
  • Aplica los conocimientos aprendidos en resolver viñetas en sujetos con alteraciones en los ejes neuroendocrinos.

Glosario de términos

CA 125: Mide la cantidad de proteína CA 125 (antígeno del cáncer 125) presente en la sangre. Se puede hacer esta prueba para controlar ciertos tipos de cáncer durante el tratamiento y después de finalizarlo.

 

TC-99: El tecnecio 99m (99mTc) en forma de pertecnetato (1-2 mCi) se inyecta intravenosamente. Este ion, al igual que el ion de yoduro, es transportado activamente por el simportador de sodio y yoduro al interior del tirocito pero, a diferencia del yodo, no queda integrado en los compuestos orgánicos.

 

  1. Introducción

 

  • Eje hipotálamo-hipófisis-tiroides

 

Las hormonas tiroideas regulan la tasa a la que ocurre la fosforilación oxidativa de las células. Como resultado, establecen las tasas basales de consumo de oxígeno por el cuerpo y también de producción de calor corporal por ellos es conocida como acción termogénica de las hormonas tiroideas. La cantidad de hormonas tiroideas en sangre debe estar dentro de limites normales para que el metabolismo basal funcione a la velocidad necesaria para el aprovechamiento equilibrado de la energía.

En las etapas tempranas del desarrollo del sistema nervioso central, las hormonas tiroideas participan en la diferenciación y maduración de dicho sistema, y su ausencia condiciona un retraso en el desarrollo psicomotriz. Las hormonas tiroideas también participan en la regulación del control del crecimiento corporal, promoviendo la expresión del gen de la hormona de crecimiento. En tejidos como músculo esquelético, corazón, e hígado las hormonas tiroideas tienen efectos directos sobre la síntesis de proteínas estructurales y enzimáticas. Estas acciones se llevan a cabo a través de receptores para hormonas tiroideas que están unidos a elementos de respuesta de hormonas tiroideas en el ADN.

La unión de las hormonas tiroideas a su receptor forma un complejo llamado receptor de retinoide X, algunos de los resultados de esta unión son la activación de la transcripción, el incremento o la disminución en la producción de ARNm.

Figura 1. Eje hipotálamo-hipófisis-tiroides, se muestra la descripción de las hormonas que se involucran en la estimulación de la glándulas tiroidea y el sistema de retroalimentación negativa.

La glándula tiroidea está constituida por dos lóbulos, dichos lóbulos están constituidos por folículos, los cuales se encuentran revestidos por una capa de células epiteliales. Dentro del folículo se encuentra una sustancia proteica llamada coloide que está compuesta principalmente por tiroglobulina. El folículo tiroideo produce y secreta dos hormonas tiroideas T3 y T4, estas hormonas tienen como esqueleto dos moléculas de tirosina, las cuales están unidas por un enlace éter. La T4 tiene cuatro átomos de yodo mientras que la T3 solo tiene tres, por eso se utilizan esas abreviaturas. Las hormonas tiroideas no se secretan de esta forma normalmente, estas hormonas son producto de la escisión de tiroglobulina por medio de enzimas lisosómicas. Una vez secretadas las hormonas tiroideas al torrente sanguíneo se unen a la globulina unidora de tiroxina principalmente, aunque una pequeña cantidad de hormonas tiroideas se une a transtiretina o a la albumina. Al estar unidas las hormonas tiroideas a estas proteínas están protegidas de la inactivación metabólica y excreción renal, por consiguiente, la sobrevida de la T4 es de aproximadamente 7 días, mientras que la T3 tiene una vida media de 1 día aproximadamente.

Para la utilización de las hormonas tiroideas es necesario que la T4 se transforme en T3 que es la forma activa de estas hormonas, la proteína encargada de este proceso es la desyodasa tipo 1 que se encuentra principalmente en hígado, riñones y la propia glándula tiroides, y la desyodasa tipo 2 localizada en el músculo esquelético, sistema nervioso central, hipófisis y placenta, de esta manera las hormonas tiroideas reaccionan en receptores de hormonas tiroideas en las células objetivo. Existe una desyodasa tipo 3 que se encarga de las reacciones de degradación de las hormonas tiroideas. Cuando la concentración de T4 y T3 libres disminuye en la sangre, la hipófisis es estimulada para secretar TSH dando como resultado una mayor unión de TSH a sus receptores en las células foliculares, esta unión da como resultado la captación de yodo por las células foliculares, la yodación de las moléculas de tirosina en el precursor de tiroglobulina y en el acoplamiento de las tirosinas yodadas para formar yodotironinas. Por otro lado, la TSH al promover la síntesis de proteínas en las células parafoliculares tiroideas mantiene su tamaño y su integridad estructural. Una disminución como la hecha por una hipofisectomía produce la atrofia de la glándula, en contraste una exposición prolongada a TSH produce una hipertrofia de la glándula, generando bocio.

 

1.2 Eje hipotálamo-hipófisis-suprarrenal

Las hormonas esteroideas son aquellas que provienen del colesterol, dos de los órganos que se encargan principalmente de su producción son la glándula suprarrenal y las gónadas. La glándula suprarrenal está constituida por dos regiones una corteza proveniente del mesodermo y una medula que proviene del ectodermo neural. A su vez la corteza se encuentra divida histológicamente en 3 zonas, de la más externa a la más interna podemos mencionar:

  1. Zona glomerular, donde se produce principalmente el mineralocorticoide aldosterona.
  2. Zona fasciculada, que es la zona más gruesa de la corteza
  3. Zona reticular, que en conjunto con la zona fascicular se encargan de la producción de glucocorticoides como el cortisol y corticosterona.

Todas las zonas de la corteza producen dehidroepiandrosterona. La mayoría del colesterol que se utiliza para la síntesis de estas hormonas proviene de las lipoproteínas de baja densidad (LDL). La conversión de colesterol en las hormonas esteroideas finales depende de la participación de diversas enzimas para dar como resultado final la dehidroepiandrosterona, androstenediona, cortisol, corticosterona y aldosterona. Las hormonas esteroideas no se almacenan dentro de las células de la glándula suprarrenal, sino que su producción y por consiguiente su liberación deriva del estímulo de hormona adrenocorticotrópica (ACTH) a las células de la glándula. Una vez que se han liberado las hormonas esteroideas se unen a la globulina de unión de corticoides y a la albumina. Las hormonas que quedan en su forma libre son las que tienen efecto biológico.

Figura 2. Eje hipotálamo-hipófisis-suprarrenal. Se muestra la relación que existe en el eje, la producción de hormonas y algunos órganos diana.

 

En las gónadas femeninas se produce otra hormona esteroidea de gran importancia, el estradiol. Su producción se estimula por la hormona luteinizante al estimular a la célula de la teca, igual que las otras hormonas esteroideas, la formación de los estrógenos se lleva a cabo en la mitocondria, formando como primer precursor a la pregnenolona. Para la producción de estradiol se requiere de la participación de las células de la teca y de la granulosa. Las células de la teca convierten la pregnenolona en algunos productos finales como la testosterona y androstenediona, las cuales son transformadas por la aromatasa, enzima que se encuentra en la célula de la granulosa y que es estimulada por la hormona folículo estimulante (FSH). El estradiol es de suma importancia en diversos procesos del ciclo menstrual como en la fase proliferativa del endometrio, además de mantener el sistema de conductos del sistema reproductor femenino, la persistencia de los cilios del epitelio, la movilidad de los oviductos para la adecuada movilización de los espermatozoides para llevar a cabo una fecundación. Asimismo, el estímulo que ejerce el estradiol sobre órganos como el útero, son importantes en su mantenimiento y su trofismo, de manera que una ooforectomía influye en el tamaño y el trofismo del útero.

En las gónadas masculinas, la producción de testosterona ocurre debido a que el hipotálamo libera Hormona liberadora de gonadotropina (GnRH) que estimula a las células gonadotropas para producir FSH y LH, las cuales se dirigirán al testículo unidas a globulinas trasportadoras de hormonas sexuales y ejercerán su efecto en diferentes células. La FSH en las células de Sertoli producirán inhibina que provocará una retroalimentación negativa hacia la hipófisis. La LH por otro lado provocará que las células de Leydig produzcan testosterona debido a que en estas células se encuentra presente la 17-β hidroxiesteroide deshidrogenasa, que convierte a la androstenediona en testosterona. La testosterona tiene efectos como aumento en la masa muscular, aumento en el crecimiento somático, cierre de las placas metafisarias y aumento de la espermatogénesis y la libido. Además, algunos tejidos presentan a la 5-α-reductasa que convierte a la testosterona en dihidrotestosterona que es la responsable de presentar los caracteres sexuales secundarios en los hombres.

 

2. Actividades en clase

2.1 Exploración de tiroides

Se anexa video de la exploración de la glándula tiroides.
https://drive.google.com/file/d/1DAx-kUUBcwcyJYHL7szfjNS2FWTWphAp/view?usp=sharing

 

2.2 Ultrasonido de la glándula tiroides

 

Sujetos y materiales: Alumno con el cuello descubierto, equipo de ultrasonido, gel para ultrasonido, sanitas.

 

A continuación, el docente realizará una exploración de glándula tiroidea utilizando el equipo de ultrasonido que tenemos en el laboratorio.

 Figura 3. Imagen ultrasonográfica de la glándula tiroides.

2.3 Viñetas clínicas.

Indicaciones: Lee cada una de las siguientes viñetas clínicas, subraya lo que consideres importante del caso clínico y pregunta o investiga las palabras que desconozcas.

2.2.1. Caso 1

Paciente femenina de 49 años, antecedentes heredo-familiares relevantes con abuelo materno finado por adenocarcinoma pulmonar y una hermana finada por cáncer de mama. Antecedentes personales con tabaquismo positivo desde los 17 años consumiendo 20 cigarros al día. Niega alergias, quirúrgicos y padecer enfermedades crónicas, así como consumo de algún medicamento. Acude por presentar desde hace 2 meses con astenia, temblor fino en manos, edema distal y perdida de 27 kg de manera no intencionada. A la exploración física con peso de 41 kg, talla 159 cm, FC 112 lpm, TA 90/60 mmHg y aumento de volumen cervical con tiroides palpable con aumento de tamaño 3 veces respecto a lo normal.

Se hace el diagnóstico clínico de síndrome constitucional y bocio tiroideo en estudio.

Se le solicitan los siguientes estudios: Perfil tiroideo: TSH 0.005 μUI/mL, T4T 23.5 μg/dL, T4L >7.77 μg/dL (rango normal 0.9-1.6 μg/dL), T3T 5.56μg/dL,

Laboratorios generales:  BH Hb 11.1 g/dL, glucosa 63 mg/dL, creatinina 0.49 mg/dL, Ac. Úrico 5.0 mg/dL, triglicéridos 65 mg/dL , LDL 58 mg/dL , Bilirrubina total 1.74 mg/dL , AST 24 U/L, ALT 15.5U/L, Fosfatasa Alcalina 257 U/L, albumina 3.9mg/dL, Antígeno Ca-125 1014 U/mL

Se solicitó un ultrasonido de tiroides que reportó lo siguiente: bocio difuso con aumento de la vascularidad, a la señal Doppler de manera generalizada encontrando el signo del “infierno tiroideo”, como se muestra a continuación (Figura 4):

Figura 4. Imagen ultrasonográfica con Doppler mostrando el signo de “Infierno Tiroideo”

 

Se solicitó un gamagrama tiroideo con TC-99 que reportó aumento en la captación generalizada (Figura 5):

Figura 5. Estudio de gammagrafía con Tc-99 realizado a la paciente.

 

Con estos estudios se estableció el diagnóstico de Bocio toxico difuso o Enfermedad de Graves.

Para el control inicial de esta paciente se indicó tiamazol y propanolol.

Responde a continuación:

  1. ¿Esta paciente tiene algún factor de riesgo para desarrollar enfermedad de graves?
  2. ¿Cómo interpretarías el perfil tiroideo?
  3. ¿Cómo explicarías los síntomas a partir de la enfermedad diagnosticada?
  4. ¿Por qué se le indicaron esos dos medicamentos?
  5. En la enfermedad de Graves, ¿cómo se alterará el eje hipotálamo-hipófisis-tiroides?

 2.2.2. Caso 2

Paciente femenina de 26 años. Antecedentes heredo-familiares relevantes, madre con tiroiditis de Hashimoto. Niega alergias, tabaquismo o consumo de alcohol. Refiere rinitis alérgica estacional con uso de antihistamínicos de manera ocasional. Niega padecer otras enfermedades crónicas o consumo de fármacos de manera rutinaria. Inicia con historia de 6 meses de alteraciones menstruales con ciclos de 45-60 días (previamente era regular) y su entrenador del gimnasio le ha comentado que no está aumentando masa muscular a pesar de adecuada alimentación y rutina de ejercicio. Ella niega astenia, fiebre, dolor o alguna otra sintomatología. A la exploración física se encuentra con peso 68 kg, talla 1.73, TA 100/80 mmHg, FC 59 lpm y resto de exploración sin relevantes, salvo a la palpación tiroidea con glándula tiroides disminuida de tamaño y con aumento en su consistencia, no dolorosa.

Se inicia el abordaje como una oligomenorrea en estudio, y se solicitan los siguientes estudios:

Química sanguínea: glucosa 79 mg/dl, creatinina 0.9, colesterol 220 mg/dL.

Perfil tiroideo: TSH 36 μUI/mL, T4T 5.6 μUI/mL, T4L 0.7 μUI/mL (rango normal 0.9-1.6 μUI/mL), anticuerpos anti-tiroglobulina 825 U/mL (rango normal <100 U/mL ), anticuerpos anti-TPO 534 (rango normal <15 U/mL).

Se realiza un ultrasonido tiroideo encontrándose disminución de tamaño de manera importante y ecogenicidad heterogénea compatible con datos de tiroiditis difusa (Figura 6):

Figura 6. Ultrasonido tiroideo de la paciente.

Se establece el diagnóstico de Tiroiditis crónica autoinmune o Tiroiditis de Hashimoto y se inicia tratamiento con levotiroxina calculada a 1.6 mcg/kg de peso, además se indica que se tome en ayuno.

 

Resuelve las siguientes preguntas:

  1. ¿La tiroiditis de Hashimoto que padece la madre es relevante para la enfermedad en esta paciente?
  2. ¿Cómo interpretarías este perfil tiroideo?
  3. ¿Por qué la TSH se encuentra tan elevada?
  4. ¿Qué relación tiene la tiroiditis de Hashimoto con la sintomatología de la paciente?
  5. ¿Por qué se indicó que la levotiroxina se tome en ayuno?
  6. En esta paciente ¿Qué alteraciones presentará el eje hipotálamo-hipófisis-tiroides?

 

2.2.3 Caso3. 

 

Paciente masculino de 37 años con antecedentes familiares de importancia, hipertensión esencial en madre y abuelo materno. Niega alergias, tabaquismo y antecedente de enfermedades crónicas. También niega consumo de fármacos o suplementos.

Inicia su padecimiento hace 3 meses con aumento de peso de 10 kg sin asociarlo a cambios en actividad física y alimentación. Se sumo presencia de hiperpigmentación en cuello y pliegues en codos y rodillas, y finalmente notó sensación de mareo al caminar y debilidad muscular, sobre todo al levantarse de la silla y subir escaleras. Por lo anterior acude a valoración médica donde se encuentra con peso 68 kg, Talla 162 cm, FC 82 lpm, TA 135/90 mmHg, A la exploración física se encuentra lo siguiente: cara de luna llena, hiperpigmentación de mucosas y presencia de acantosis nigricans, obesidad central, hipotrofia de extremidades y estrías violáceas en inglés.

Figura 7. Exploración física del paciente.

Se inicia el abordaje como un probable síndrome de Cushing, se solicitan los siguientes estudios: Química sanguínea: glucosa 149 mg/dl, creatinina 0.92, sodio 140 mEq/L, potasio 1.9 mEq/L (rango normal 3.5-5.5 mEq/L), hemoglobina 12.7 g/dl, cortisol urinario de 24 horas 735 mcg/24 horas (normal 50-100 mcg/24 horas).

Prueba de supresión con dosis baja de dexametasona (1mg): 9.5 mcg/dl (normal <1.8 mcg/dl), niveles de ACTH 150 mcg/ml (Figura 8).

De acuerdo con el consenso en el diagnóstico (Figura 9) y tratamiento del síndrome de Cushing se realizó el abordaje.

Figura 8. Pruebas de escrutinio, para demostrar el aumento en la producción de cortisol.

Prueba de supresión con dosis baja de dexametasona (PSDBD).

 

Figura 9. Pruebas de localización, se realizan después de confirmar la existencia de hipercoltisolismo.

Prueba de supresión con dosis alta de dexametasona (PSDAD)

Se realizó una prueba de supresión con dosis altas de dexametasona (PSDAD): basal 10mcg/dl, post supresión: 2.1 mcg/dl (supresión del 79%)

Posteriormente se realizó una resonancia magnética nuclear en donde se reportó: imagen coronal de silla turca en T1 donde se encuentra zona hipointensa izquierda a nivel hipofisiario compatible con microadenoma (Figura 10).

Figura 10. Microadenoma hipofisiario en una resonancia magnética nuclear.

 

El paciente fue diagnosticado con enfermedad de Cushing con microadenoma hipofisiario productor de ACTH y se le realizó una resección de microadenoma transesfenoidal con posterior resolución de los síntomas.

Responde las siguientes preguntas:

 

  1. ¿Cuál es la diferencia entre el síndrome de Cushing y la enfermedad de Cushing?
  2. ¿Por qué se mide el cortisol en orina de 24 horas?
  3. ¿Por qué se mide el cortisol sérico a las 8:00 en la prueba de supresión con dosis baja de dexametasona?
  4. ¿Cómo es el ciclo de liberación del cortisol en una persona sana?
  5. En la prueba de supresión con dosis alta de dexametasona, ¿Cómo se modificará el eje hipotálamo-hipófisis-suprarrenal tras administrar 2 mg cada 6 horas durante dos días seguidos?

2.2.4 Caso 4 

Paciente femenina de 36 años. Antecedente familiar de madre con diagnóstico de Lupus y una hermana con Enfermedad de Graves. Niega enfermedades crónicas o consumo de fármacos. Inicia su padecimiento hace 2 meses con debilidad generalizada, mialgias, náusea y sensación de mareo constante que se exacerba al cambiar abruptamente de posición. Acude a valoración por presentar hace 48 horas síncope mientras laboraba, el cual duró 10 segundos y no se acompañó de movimientos anormales o pérdida de control de esfínteres, al despertar tuvo recuperación neurológica casi inmediata.

Al interrogatorio dirigido ha notado aumento de la coloración de su piel de manera generalizada sobre todo en cuello, brazos y encías. También refiere que no ha menstruado desde hace 4 meses con prueba de embarazo negativa. A la exploración física se encuentra peso 52 kg, talla 1.64 m, TA 70/30 mmHg, FC 119 lpm, bradilalia, hiperpigmentación en encías (Figura 11) y en cuello abarcando todas las áreas fotoexpuestas. Abdomen doloroso a la palpación. Extremidades íntegras, pero con disminución de la temperatura y llenado capilar retardado 3 segundos.

Figura 11. Hiperpigmentación en paladar y encías

Clínicamente se integran los siguientes diagnósticos: Síndrome vertiginoso, Amenorrea en estudio, Hiperpigmentación en estudio.

Como parte del abordaje diagnóstico se solicitan los siguientes estudios de laboratorio:

Química sanguínea: glucosa 59 mg/dl (normal 60-99 mg/dl), creatinina 1.3, triglicéridos 133 mg/dl, colesterol 151 mg/dl, sodio 129 mEq/L (normal 135-145), potasio 6.1 mEq/L (normal 3.5-5.5) TSH 1.4 mUi/ml, cortisol 1.3 mcg/dl (normal >15 mcg/dl), ACTH 86 mcg/ml (normal 10-40 mcg/ml).

 

Se realiza una tomografía de abdomen simple y contrastada. Corte transversal a la altura de glándulas suprarrenales normal (Figura 12):

Figura 12. TAC a nivel de las glándulas suprarrenales sin evidencia de patologías.

 

Se establece el diagnóstico de insuficiencia suprarrenal primaria o Enfermedad de Addison, como tratamiento inicial se indica prednisona y fludrocortisona.

 

  1. ¿Qué hormonas se encuentran afectadas?
  2. ¿Cómo explicarías la hipotensión de esta paciente?
  3. ¿Cómo explicarías la hiponatremia de esta paciente?
  4. ¿Cuál es la causa de la hiperpigmentación de la paciente?
  5. ¿Por qué se le indicaron dos corticosteroides?

 

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Regulación de los ejes neuroendocrinos

Regulación de los ejes neuroendocrinos

Feb 4, 2022 | Unidad Temática III

Objetivos de aprendizaje

  • Describe el eje hipotálamo-hipófisis-órgano, su retroalimentación, regulación y su impacto en la regulación de la producción hormonal.

 

Resultados de aprendizaje

 

  • Integra los mecanismos de regulación de los ejes neuroendocrinos en un modelo de ratas virtuales.
  • Aplica los conocimientos aprendidos para resolver preguntas sobre la regulación neuroendocrina.

 

Glosario de términos

 

Endocrino: Relacionado con el tejido que produce y libera hormonas en el torrente sanguíneo y controla las acciones de otras células y órganos. Algunos ejemplos de tejidos endocrinos son las glándulas pituitaria, tiroidea y suprarrenal.

Especificidad: Capacidad de una molécula para adherirse de manera puntual a un receptor.

Glándula endocrina: Es aquel tipo de tejido que produce hormonas.

Hipertrofia: Aumento de tamaño de las células que conforman un tejido.

Hipotrofia: Disminución de tamaño de las células que conforman un tejido.

Hipófisis: Órgano de secreción interna, situado en la excavación de la base del cráneo llamada silla turca, y que produce hormonas que influyen en el crecimiento, en el desarrollo sexual, etcétera.

Hipotálamo: Estructura que se encuentra dentro del sistema nervioso central, formando parte del diencéfalo y que se encarga de funciones reguladoras y producción de hormonas.

Hormona: Sustancia producida por una glándula que es liberada al torrente sanguíneo y se une a receptores específicos.

 

 

1. Introducción

 

El sistema endocrino y el sistema nervioso comparten la función de ser sistemas de comunicación. Sin embargo, en el sistema nervioso se utilizan neurotransmisores que típicamente se liberan directamente en el blanco a través de las sinapsis, esto permite una gran especificidad y localización de la señal; además, las señales transmitidas por el sistema nervioso tienen una duración breve. El sistema endocrino utiliza hormonas como mensajeros. Las hormonas se liberan al torrente sanguíneo en vez de liberarse directamente en el blanco, así la señal es más difusa y puede tener efectos más duraderos. Conocer para cada hormona los mecanismos de síntesis, liberación, transporte, activación de sus receptores y mecanismos de regulación es fundamental para entender cómo se mantienen las variables fisiológicas en rangos normales y cómo las alteraciones hormonales pueden producir condiciones patológicas que cursan con hipo o hiperfunción de los órganos blanco de los sistemas endocrinos.

 

1) ¿Cómo consigue el sistema endocrino lograr especificidad si las hormonas se liberan al torrente circulatorio?

 

Las hormonas se clasifican en diferentes tipos de acuerdo con su estructura química (peptídicas, esteroideas, derivadas de aminoácidos) y tienen diferentes tipos de receptores en su célula blanco (receptores de membrana, receptores citoplasmáticos o receptores nucleares).

 

2) Para cada una de las categorías de hormonas: da un ejemplo, describe cómo se sintetiza, dónde se almacena, qué tipo de receptor tiene, cuál es su mecanismo de acción, cuáles son sus órganos blancos, cuál es su efecto biológico y quién estimula su secreción.

 

El hipotálamo es considerado el regulador central de muchas hormonas y guarda una estrecha relación con la glándula hipófisis o pituitaria (llamada en muchos textos glándula maestra). Dos tipos de neuronas magnocelulares (de tamaño grande) localizadas en el núcleo paraventricular y supraóptico producen vasopresina y oxitocina. Los axones de estas neuronas terminan en la neurohipófisis donde liberan su contenido al torrente circulatorio.

 

3) ¿Cuáles son los órganos afectados por las hormonas vasopresina (también llamada hormona antidiurética) y oxitocina?

 

Por otro lado, las neuronas hipotalámicas parvocelulares (de tamaño pequeño), producen y liberan hormonas en la eminencia media (el piso del hipotálamo). Estas hormonas alcanzan la hipófisis anterior o adenohipófisis a través del sistema porta-hipofisiario. Usualmente se clasifican en: hormonas liberadoras: (CRH: hormona liberadora de corticotropina; TRH: hormona liberadora de tirotropina; GnRH: hormona liberadora de gonadotropinas y GHRH: hormona liberadora de hormona de crecimiento) y hormonas inhibidoras: (somatostatina y dopamina). En la hipófisis anterior, estas hormonas modulan la síntesis y secreción de hormonas hipofisiarias (FSH y LH o gonadotropinas, ACTH o corticotropina, TSH o tirotropina, prolactina, endorfinas, GH o somatotropina).

 

4) ¿Cuáles son las hormonas hipofisiarias que son inhibidas por la somatostatina y por la dopamina?

 

La pituitaria es una glándula que tiene como función ser un intermediario entre el sistema nervioso central y los diferentes órganos del cuerpo, este fin lo logra por medio de la liberación de hormonas al torrente circulatorio, que eventualmente alcanzan sus órganos diana y ejercen sus efectos. En resumen, los ejes hipotálamo-pituitaria-glándula consisten en 1) células hipotalámicas parvocelulares que liberan hormonas liberadoras al sistema porta, 2) las hormonas liberadoras se transportan a la pituitaria donde promueven la liberación de hormonas “tropinas” al torrente circulatorio, 3) las hormonas de la pituitaria alcanzan su órgano blanco y promueven la liberación de hormonas producidas por el órgano blanco.

 

Estos ejes hipotálamo-pituitaria-glándula están controlados por medio de sistemas de retroalimentación negativa; es decir, las concentraciones aumentadas de una hormona producen una disminución en su producción. Estos efectos de retroalimentación negativa ocurren al menos a nivel del mismo órgano periférico, a nivel de la pituitaria y a nivel del hipotálamo. Es importante notar que estos sistemas son solo uno de los mecanismos de control endócrino, otras variables pueden tener un efecto importante en la regulación de la secreción hormonal (ritmos circadianos, estado metabólico, estrés, temperatura, etc.).

 

5) Da un ejemplo coloquial de retroalimentación negativa.

 

6) ¿Cómo defines la retroalimentación positiva? ¿Qué hormona puede tener para su liberación un mecanismo de retroalimentación positiva?

 

Cuando alguno de estos puntos de control (hipotálamo, pituitaria o glándula) se afecta, es esperable observar cambios en las concentraciones de hormonas circulantes y en la función de los órganos blanco. En términos generales: si hay un aumento de las hormonas circulantes, los órganos diana se hipertrofian; si hay una disminución de las hormonas circulantes, los órganos diana se hipotrofian.

 

7) ¿Qué es hipertrofia e hipotrofia?

 

Por ejemplo: El eje hipotálamo-pituitaria-adrenal (HPA) tiene como último paso la liberación de cortisol por la corteza suprarrenal, el efecto biológico del cortisol es favorecer el catabolismo (degradar proteínas y grasas para poder usarlas como fuente de energía) y promover un estado antiinflamatorio (suprime la respuesta inmune e inflamatoria). En condiciones normales, la activación de este eje ante un estresor permite hacer frente a un estresor de una manera más apta. Sin embargo, cuando hay un estrés severo y crónico, se observa atrofia muscular y de los órganos del sistema inmune.

 

8) Describe los efectos del exceso y carencia de hormonas tiroideas, cortisol y LH en machos adultos.

 

9) ¿Qué síndromes son típicos ejemplos de hipercortisolismo y de hipocortisolismo?

 

10) ¿Por qué los efectos del hipotiroidismo son diferentes en la edad adulta que en el desarrollo?

 

  1. Actividades en clase

Material y métodos

 

  • Tabla para registrar el peso de diferentes órganos.
  • Datos de autopsias (Anexo 1).
  • Computadora con programa para hacer estadística básica (Excel, LibreOffice, Prism).

 

Experimento

 

Se usaron ratas Wistar macho de 90 días obtenidas del bioterio de la Facultad, que se mantuvieron con un ciclo de luz/oscuridad de 12h/12h, a temperatura y humedad constante. Las ratas vivieron en grupos de 3 ratas por caja y tuvieron comida y agua ad libitum hasta el día del experimento. A los 75 días se realizó, bajo anestesia general, una orquiectomía en 42 ratas, mientras que en 42 animales controles solo se realizó la manipulación quirúrgica sin realizar la resección de los testículos (Figura 1). Posteriormente a la cirugía, se dio un periodo de recuperación de 15 días.

 

  • ¿Por qué se realizó una cirugía en los animales controles?
  • ¿Qué factores se controlaron en este experimento? ¿Qué hubieras añadido o cambiado?

 

Al día 90, se sacrificaron 6 ratas control y 6 ratas castradas, y se pesaron diferentes órganos (pituitaria, tiroides, adrenales, timo, testículos, próstata, vesículas seminales). Abajo se muestran dos tablas con los resultados obtenidos, en miligramos para los órganos y en gramos para el peso de las ratas.

 Figura 1. Se muestra una rata Wistar macho de cada grupo (controles y castradas), así como las glándulas que posteriormente fueron pesadas.
Control intacto
  Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
Rata 1 12.9 250 475 40 500 425 3200 340
Rata 2 13 230 490 36 510 430 3100 330
Rata 3 15 260 470 39 490 436 3250 310
Rata 4 12 253 485 45 486 410 3400 250
Rata 5 12.5 245 473 42 510 400 3500 295
Rata 6 14 263 460 38 507 450 3000 350

 

Control castrado
  Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
Rata 1 12.9 250 480 40 450 387 0 270
Rata 2 14 280 495 47 445 390 0 275
Rata 3 14 240 465 34 432 360 0 300
Rata 4 13 250 450 44 459 383 0 270
Rata 5 11 251 469 46 453 398 0 260
Rata 6 14 243 486 35 460 400 0 365

 

El mismo día, en 36 ratas se colocaron bombas de liberación continua de las siguientes hormonas: (TRH, TSH, ACTH, Cortisol, Testosterona, LH). La dosis administrada fue la suficiente para incrementar los niveles plasmáticos aproximadamente 10 veces. Las bombas de liberación continua administran una dosis constante del fármaco durante 30 días. En 36 ratas se colocaron bombas que solo liberan solución salina. Cada grupo consistió en 6 ratas. A los 120 días, se registró el peso corporal y se sacrificó a los animales por una sobredosis de pentobarbital. Se realizó una autopsia, colectándose y pesándose los siguientes órganos: pituitaria, tiroides, adrenales, timo, testículos, próstata, vesículas seminales.

 

  • Con base en tus conocimientos de fisiología, completa la siguiente tabla de acuerdo con el peso que esperas encontrar en caso de la administración de cada una de estas hormonas en los animales castrados e intactos (no castrados). Coloca “+” o “-” si predices un aumento o disminución del peso, respectivamente, y “sc” si no esperas cambios.

 

  TRH TSH ACTH Cortisol Testosterona LH
  Intacto Castrado Intacto Castrado Intacto Castrado Intacto Castrado Intacto Castrado Intacto Castrado
Pituitaria                        
Tiroides                        
Adrenales                        
Timo                        
Testículos                        
Próstata                        
V. seminales                        
Peso                        

 

El nuevo estudiante de maestría al que se le dejó encargado realizar el procedimiento (después de haberle enseñado a hacerlo con las ratas control castradas e intactas), realizó el procedimiento de acuerdo con lo indicado, enlistó los pesos de cada grupo, pero olvidó marcar a qué grupo (hormona administrada) pertenecía cada lista. Las listas recabadas se encuentran en el Anexo 1.

 

Con base a la tabla que completaste y los datos de las autopsias realiza las siguientes actividades:

  1. Organiza los datos.
  2. Realiza las pruebas estadísticas básicas para obtener el promedio y la desviación estándar.
  3. Elabora un histograma para observar la distribución y elegir la mejor prueba estadística.
  4. Grafica tus resultados y exponlos en la clase, interpretando qué hormona se aplicó y cuál es el mecanismo por el que dicha hormona genera los cambios observados.
  5. Discute qué otras variables fisiológicas o concentraciones hormonales esperas que se modifiquen, y cuáles síntomas presentaría una persona que tuviera dicho trastorno.
  6. Realiza un reporte de esta práctica.

     

    Referencias

    1. Actividad basada en: Odenweller, C. M., Hsu, C. T., Sipe, E., Layshock, J. P., Varyani, S., Rosian, R. L., y DiCarlo, S. E. (1997). Laboratory exercise using “virtual rats” to teach endocrine physiology.  Advances in Physiology Education, 18(1), S24-40.
    2. Rhoades, R. A., y Bell, D. R. (2018). Fisiología médica. Fundamentos de Medicina Clínica. 5a edición. China: Wolters Kluwer.
    3. Hall, J. E. (2016). Guyton y Hall. Tratado de fisiología médica. 13ª edición. Barcelona, España: Elsevier.
    4. Melmed, S., Polonsky, K. S., Larsen, P. R. y Kronenberg, H. M. (2017). Williams. Tratado de endocrinología.  13ª edición. Barcelona, España: Elsevier.

     

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    Anexo 1. Autopsias

    Autopsias tratamiento hormonal 1.

    El peso de los órganos se expresa en mg y el de la rata en g.

     

    Hormona 1 (intacto)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 10.1 245 250 100 490 430 3000 200
    Rata 2 11 260 200 120 480 420 3100 195
    Rata 3 13 255 285 105 475 410 2950 210
    Rata 4 9 247 350 97 500 435 2900 198
    Rata 5 10 230 190 104 483 450 3200 215
    Rata 6 9 248 220 90 495 418 2800 200

     

    Hormona 1 (castrado)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 10.1 250 250 95 410 380 0 195
    Rata 2 11 245 200 110 430 390 0 180
    Rata 3 9 240 200 114 405 386 0 220
    Rata 4 8 255 300 87 400 400 0 205
    Rata 5 12 280 290 94 450 375 0 195
    Rata 6 10 230 265 98 400 370 0 190

     

    Autopsias tratamiento hormonal 2

     

    Hormona 2 (intacto)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 9.8 250 480 40 900 800 5700 345
    Rata 2 9.5 247 450 35 1000 1000 6400 330
    Rata 3 10.4 260 530 44 800 750 6200 370
    Rata 4 8 280 507 30 1100 1050 6500 350
    Rata 5 12 229 492 42 500 450 3100 330
    Rata 6 8.6 230 490 39 980 920 6000 340

     

    Hormona 2 (castrado)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 13 250 480 42 412 375 0 275
    Rata 2 12 256 470 38 400 390 0 280
    Rata 3 11 246 490 45 395 410 0 290
    Rata 4 12.5 250 495 40 410 380 0 285
    Rata 5 13.2 260 480 36 450 400 0 300
    Rata 6 10.9 245 478 37 500 387 0 310

     

    Autopsias tratamiento hormonal 3

    Hormona 3 (intacto)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 10.2 252 470 38 1400 900 2400 510
    Rata 2 11 240 490 42 1500 1000 2000 500
    Rata 3 9 260 480 45 1600 1200 1900 510
    Rata 4 9.3 255 530 33 1300 1500 1600 490
    Rata 5 8.5 245 450 40 1550 2000 1300 485
    Rata 6 8 250 435 39 1250 1200 2000 500

     

    Hormona 3 (castrado)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 10.1 250 470 41 1200 600 0 460
    Rata 2 11 247 490 42 1400 1300 0 500
    Rata 3 10 267 510 37 1500 1000 0 470
    Rata 4 8.3 240 500 35 1400 1500 0 520
    Rata 5 9 250 459 45 1300 1700 0 460
    Rata 6 8 253 465 41 1350 950 0 450

     

    Autopsias tratamiento hormonal 4

    Hormona 4 (intacto)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 25 490 462 39 490 400 3150 160
    Rata 2 30 530 450 42 500 450 3200 150
    Rata 3 27 520 460 35 490 390 3300 150
    Rata 4 24 450 475 45 500 340 3500 170
    Rata 5 23 490 450 40 450 350 3100 155
    Rata 6 26 495 458 39 460 465 3000 165

     

    Hormona 4 (castrado)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 25.7 495 60 38 500 375 0 144
    Rata 2 27 500 450 35 500 450 0 150
    Rata 3 28 480 440 30 430 340 0 150
    Rata 4 25 495 490 50 460 400 0 160
    Rata 5 22 505 460 43 460 380 0 165
    Rata 6 23 530 465 45 410 360 0 140

     

    Autopsias tratamiento hormonal 5

    Hormona 5 (intacto)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 9.8 245 150 30 475 410 3200 150
    Rata 2 10 250 120 25 480 390 3100 140
    Rata 3 9 260 130 45 450 400 3300 160
    Rata 4 8 230 130 20 500 430 3100 150
    Rata 5 10 240 190 22 480 415 3100 155
    Rata 6 11 250 150 35 460 410 2900 162

     

    Hormona 5 (castrado)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 9.7 247 140 29 440 380 0 135
    Rata 2 12 250 145 30 450 390 0 140
    Rata 3 8 260 110 32 430 385 0 161
    Rata 4 8 237 160 33 490 400 0 139
    Rata 5 9 240 170 29 430 400 0 130
    Rata 6 10 250 120 25 450 370 0 140

     

    Autopsias tratamiento hormonal 6

    Hormona 6 (intacto)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 8 500 455 37 480 405 2790 152
    Rata 2 7 520 500 40 500 402 3000 160
    Rata 3 9 550 459 42 510 450 2500 155
    Rata 4 10 500 440 35 500 378 2900 160
    Rata 5 8 470 450 40 493 400 3500 160
    Rata 6 7 500 440 38 500 390 3600 150

     

    Hormona 6 (castrado)
      Pituitaria Tiroides Timo Adrenales V. seminal Próstata Testículos Peso
    Rata 1 8 505 461 37 445 375 0 145
    Rata 2 7 510 460 35 470 360 0 150
    Rata 3 9 495 450 39 460 400 0 140
    Rata 4 8 530 464 42 500 360 0 155
    Rata 5 10 495 470 44 400 350 0 150
    Rata 6 7 500 457 33 490 310 0 145

     

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